Usos alternativos de los desechos de la labranza de cebada I. Generalidades del proyecto. Introducción



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Usos alternativos de los desechos de la labranza de cebada


I. Generalidades del proyecto.


1.1. Introducción.
La cebada, de nombre científico Hordeum vulgare, pertenece a la familia de las gramíneas. De espigas formadas por un raquis articulado con salientes alternos, en cada uno de los cuales se insertan tres espiguillas lineales. Generalmente la cebada tiene seis carreras de granos en su espiga, pero existen variedades que sólo tienen dos (Colín-Rico et al., 2007). La planta de la cebada en la cosecha produce alrededor de 27% de grano, 54% de paja y 19% de rastrojo (Aceves Ávila, 1995). El producto principal de la cebada es la malta, la cual se utiliza por la industria cervecera, aunque también se utiliza la paja como alimento para animales (Solano et al., 2008; Zamora et al., 2008).
En México, los principales estados productores de cebada son Hidalgo, México, Guanajuato, y Puebla. En el 2008, el estado de Hidalgo ocupó el primer lugar en superficie sembrada, en condiciones de temporal, localizándose ésta en la parte del altiplano, en la cual se sembraron 130,123.70 has y cosechándose alrededor de las 115,999 has, de las cuales 14,084.5 has fueron afectadas por diversos factores, obteniendo un rendimiento promedio estatal de 1.8 ton/ha, y en zonas con buen potencial para el cultivo hasta 2.1 ton/ha en promedio (Magallanes, et al., 2008-A).
En la última década del siglo XX comenzaron a desarrollarse nuevos conceptos en nutrición, como fruto de nuevos estilos de vida y la preocupación por elevar la calidad de vida de los individuos. La interrelación de disciplinas como biología molecular, biotecnología, entre otras, con la nutrición, permite a las industrias alimentarias el desarrollo de nuevos productos con funciones adicionales a las del alimento original (De las Cagigas & Blanco, 2002).

El concepto de alimentos funcionales tiene su origen en una mayor compresión de las bases moleculares de la relación que existente entre alimentación y salud, y la posibilidad de contar con reguladores biológicos (donde las bacterias lácticas juegan un papel protagónico) que disminuyan el riesgo de contraer enfermedades, como lo son los probióticos. La demanda del mercado nacional e internacional ha impulsado en los últimos años una nueva línea de alimentos funcionales probióticos, productos alimenticios que, además de su valor nutritivo intrínseco, ayudan a mantener el estado de salud general del organismo y a la vez pueden tener un efecto benéfico adicional, terapéutico o preventivo en el huésped (Taranto et al., 2005). Además las bacterias lácticas son productoras de ácido láctico que es, en sí mismo, un producto con amplia aplicación en la industria alimentaria y de bebidas y cuyas aplicaciones industriales se encuentran en pleno desarrollo en la industria de polímeros y solventes biodegradables.


Este proyecto propone estudiar la utilización de la paja de cebada para la producción de ácido láctico y bacterias lácticas que puedan ser probióticas, para lo cual se utilizarán dos lactobacilos amilolíticos aislados de fermentaciones espontaneas Lactobacillus amylovorus y Lactobacillus plantarum pertenecientes a la colección del IIB-UNAM y al IRD-Francia.


1.2. Indicadores de impacto.
Consolidación de la Red de Conocimiento del Estado de Hidalgo en biotecnología de alimentos funcionales.


1.3. Objetivos.
1.3.1. Objetivo general.
Establecer rutas alternas para el aprovechamiento de la paja de cebada por medio de fermentaciones con bacterias lácticas amilolíticas, generando así productos con mayor valor agregado que beneficien a la zona agrícola del Altiplano del Estado de Hidalgo.

1.3.2. Objetivos específicos.


  • Establecer las condiciones de fermentación adecuadas tanto para Lactobacillus amylovorus como para Lactobacillus plantarum para la obtención de ácido láctico a partir de la fermentación de los azúcares reductores provenientes de la hidrólisis enzimática de la paja de cebada.




  • Establecer las condiciones para la producción de biomasa de las bacterias potencialmente probióticas Lactobacillus amylovorus y Lactobacillus plantarum utilizando los azúcares reductores provenientes de la hidrólisis enzimática de la paja de cebada.




  • Analizar el costo/beneficio de este sistema para producir ácido láctico, como alternativa de desarrollo para la zona agrícola del Altiplano del Estado de Hidalgo.


1.4. Productos esperados.
El proyecto tiene la finalidad de establecer alternativas para el aprovechamiento de la paja de cebada. Las alternativas propuestas, la fermentación de los azúcares reductores provenientes de la hidrólisis enzimática de la paja de cebada con Lactobacillus amylovorus y Lactobacillus plantarum para obtener ácido láctico y probióticos de utilidad en la industria alimentaria, aumentar el valor agregado lo que eventualmente redundará en un mejor desarrollo para la zona agrícola del Altiplano de Hidalgo.


1.5. Tiempo de ejecución.
18 meses.


1.6. Modalidad.
B. Desarrollo e Innovación Tecnológica. B1) Precompetitivo: Realizada para el desarrollo con contenido innovativo de productos o procesos de alta apropiabilidad, para beneficio de una comunidad o grupo social.


1.7. Usuarios.
Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo y Productores de cebada de la zona del Altiplano de Hidalgo.


1.8. Consideraciones particulares.
El área estratégica a la cual va dirigido el Proyecto es Biotecnología y Alimentos, específicamente en aprovechamiento de subproductos agroindustriales.


1.9. Responsable técnico.
Dra. Alma Delia Román Gutiérrez, Profesor-Investigador de Tiempo Completo, adscrita al Centro de Investigaciones Químicas, dependiente del Instituto de Ciencias Básicas e Ingeniería de la Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo, con número 2009/309-1 del RENIECyT.
II. Estructura y característica de la propuesta.


2.1. Antecedentes.
2.1.1. Etapas de desarrollo y crecimiento de la planta de cebada.

La semilla de la cebada (grano) es parte de un fruto denominado cariópside, en el cual las paredes del ovario (pericarpio) y la cubierta seminal (testa), están estrechamente unidas, siendo inseparables; el fruto, por lo tanto, es de carácter indehiscente. La semilla o grano, para poder expresar su germinación a través de la aparición de la radícula, debe pasar desde aproximadamente un 10% de humedad interna a un 40%. Luego que la radícula alcanza alrededor de 4 cm. de longitud, comienza la aparición de las raíces seminales; éstas, junto con la radícula, conforman el sistema radical primario, el cual pierde prácticamente toda importancia en la medida que comienza el desarrollo de las raíces principales o coronarias (Impulsora agrícola, 2009).

Las raíces principales comienzan a formarse al estado de tercera hoja, a partir de la corona ubicada en el subnudo correspondiente al punto de unión del mesocotilo con el coleoptilo. Posteriormente, y poco a poco, todos los subnudos presentes van generando este tipo de raíces a partir de sus yemas. A partir de los subnudos del eje principal se producen brotes secundarios llamados macollos, los cuales comienzan a emerger cuando las plantas presentan tres hojas; en la medida que crecen van generando su propio sistema de raíces, logrando así independizarse de la planta que les dio origen (Impulsora agrícola, 2009).

El primer internudo del tallo principal se elonga a partir del punto de unión del mesocotilo con el coleoptilo. En la medida que el primer internudo se aproxima a la superficie del suelo, comienza a evidenciarse una pequeña protuberancia en su parte apical; esta protuberancia, que corresponde al primer nudo que asomará sobre el nivel del suelo, marca el comienzo de la fase de encañado. La etapa de espigadura comienza al iniciarse el desembuchamiento de la espiga a través de la vaina de la hoja bandera u hoja superior. Primeramente, asoma la punta de la espiga y luego viene una elongación gradual de ésta, hasta que alcanza su completa expresión en la posición más alta de la planta. Lo anterior descrito se puede observar en la Figura 1 (Impulsora agrícola, 2009).




Figura 1. Etapas del desarrollo y crecimiento de la cebada (Hordeum distichon L) (Agricultural Research Service US Department of Agriculture, Research Service, www.ars-grin.gov/npgs/tax., 2009).


2.1.2. Composición química de la planta de cebada.
La composición química de los diferentes órganos de la cebada se puede observar esquematizada en las Tablas 1 y 2.


Tabla 1. Composición del grano de cebada (Tovar-Soto et al., 2007; Impulsora agrícola, 2009).

Composición del grano de cebada por 100 g de sustancia

Proteínas

10

Materia grasa

1.8

Hidratos de carbono

66.5

Celulosa

5.2

Materias minerales

2.6

Agua

14 

Tabla 2. Composición de la paja de cebada (Tovar-Soto et al., 2007; Impulsora agrícola, 2009).

Composición de la paja por 100 g de sustancia

Proteínas

1.9

Materia grasa

1.7

Hidratos de carbono

43.8

Celulosa 

34.4

Cenizas

4

Agua

14.2


La celulosa es el principal componente estructural de la pared celular de las plantas, encontrándose principalmente en raíces, tallos y hojas (Chávez-Pacheco et al., 2004). La celulosa es una materia prima de múltiples propósitos: es material de construcción, generación de fibras textiles y fabricación de papel, además, sus derivados (ésteres, acetatos, nitratos) están implicados en diversos industriales. El valor promedio de los contenidos lignocelulósicos en la paja de cebada se puede observar en la Tabla 3.

Tabla 3. Valor promedio del contenido de Nutrientes en la paja de cebada

(Viziteu, 2005).

Parámetro

%

Nitrógeno Total

0.52

Nitrógeno Asimilable

0.1

Hemicelulosa

31.3

Celulosa

44.4

Lignina

5.8


2.1.3. Hidrólisis de celulosa para la obtención de azúcares.
Los diferentes residuos agroindustriales disponibles, son una fuente importante de celulosa y por tanto se pueden considerar como materias primas para la obtención de bioproductos luego de ser convertidos en azúcares por medio de procesos de hidrólisis química o enzimática (Putaux et al., 2003; Fonseca et al., 2006; Mussato et al., 2006; Lazaridou et al., 2008; Shujun et al., 2008). Los restos de maíz y las pajas de arroz, cebada y trigo son los residuos de cereal que se encuentran disponibles en mayor cantidad en todo el territorio nacional. Los residuos cerealeros contienen porcentajes de celulosa entre 30 y 40% de Hemicelulosa entre 24 y 29% y de lignina entre el 10 y el 20% (Fonseca et al., 2006). Esta composición química, determina la posibilidad de emplearlos como materia prima para la producción de bioproductos.
Diversos tratamientos de tipo químico y enzimático han sido empleados para sacarificar materiales lignocelulósicos. Entre estos se pueden mencionar la hidrólisis con ácidos diluidos con y sin catalizadores obteniendo azúcares solubles en agua (Betancur & Chel, 1997; Putaux et al., 2003; Fonseca et al., 2006; Shujun et al., 2008). Otros autores han realizado procesos similares en reactores que trabajan con mezclas de materiales celulósicos y almidones obteniendo cantidades aceptables de azúcares. Se han empleado métodos combinados químicos y enzimáticos, pretratando la biomasa por explosión a vapor a temperaturas entre 190°C y 230°C, obteniéndose una mayor eficiencia en cuanto a la producción de bioetanol (Fonseca et al., 2006).
Las enzimas del complejo celulasa que se utilizan para la hidrólisis enzimática de celulosa han sido agrupadas en tres componentes mayores (Ruiz & Vásquez, 2001; Wang et al., 2004):


  • Endo –β-glucanasas ó 1,4-β-D-glucan gluconahidrolasas que rompen los enlaces β-glucosídicos en forma aleatoria en el interior de las moléculas de celulosa, produciendo nuevos sitios de ataque complementados por las exoglucanasas.




  • Exo-β-glucanasas ó 1,4-β-D-glucan celobiohidrolasas que atacan gradualmente las moléculas de celulosa de los terminales no reductores liberando subunidades de celobiosa.




  • β -glucosidasas o celobiosas, la que hidroliza celobiosa y celodextrinas de bajo peso molecular en glucosa.

Para la hidrólisis enzimática de la hemicelulosa, se emplea un grupo de enzimas comúnmente llamadas hemicelulasas y se encuentran formadas por una mezcla de glucanasas, xilanasas, pentosanasas, galactanasas y manasas.



2.1.4. Fermentación de azúcares reductores con bacterias lácticas.
Una fermentación es un proceso en el cual un microorganismo transforma un sustrato en otros productos, habitualmente a través de la producción de ácido láctico, etanol y otros productos metabólicos finales. Las bacterias ácido-lácticas (BAL) han sido utilizadas durante siglos en fermentaciones tradicionales y han despertado gran atención al ser empleadas en la industria farmacéutica y de alimentos, especialmente para la obtención de ácido láctico, componentes saborizantes, espesantes y bacteriocinas, así como por el considerable valor nutritivo que pueden aportar a los productos alimenticios y el bajo costo energético de su producción. Además, durante la última década se ha incrementado el número de estudios sobre el rol que algunas cepas de BAL pudieran tener como probióticos. Las BAL son un conjunto de bacterias Gram-positivas, no esporuladas, en forma de cocos o bastones, con un metabolismo estrictamente fermentativo produciendo ácido láctico como el mayor producto final de la fermentación de los azúcares vía Embden-Meyerhof (glucólisis) (Cabeza-Herrera, 2007).

2.1.4.1. Lactobacillus amylovorus.
Varias cepas de Lactobacillus capaces de hidrolizar el almidón fueron aisladas de la fermentación de residuos de maíz por Beijerinck en 1901. Las cepas asiladas son anaerobias facultativas, Gram-positivas, inmóviles, no formadoras de esporas, con forma de bacilos que crecían solos o en cadenas cortas, producen ácido láctico y pequeñas cantidades de ácido acético. El crecimiento se produjo a 45°C. Estudios posteriores identificaron que las cepas presentes en estas fermentaciones eran Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus jensenii y Lactobacillus leichmanii. Nakamura en 1981 encuentra otra especie que se diferencia de las tres especies reconocidas en la fermentación del almidón por los requerimientos vitamínicos, la cual fue llamada Lactobacillus amylovorus NRRL B-4540 (Nakamura, 1981). L. amylovorus produce tanto una α-amilasa como una glucoamilasa .Una de las características más importantes de esta amilasa es su capacidad para hidrolizar granulos de almidón crudo (Rodríguez-Sanoja, et al., 2000).

2.1.4.2. Lactobacillus plantarum.
Lactobacillus plantarum es una bacteria del ácido láctica común en numerosos procesos de fermentación natural, como las de ensilado, col, pepino, aceite de oliva, yuca, entre otros. Su capacidad para mantener un gradiente de pH entre el interior y el exterior de la célula en la presencia de una gran cantidad de acetato o lactato puede explicar porque la bacteria puede soportar los medios de cultivo acidificados y aún así completar los procesos de fermentación. Convierte azúcares de bajo peso molecular casi cuantitativamente en ácido láctico, lo que contribuye a las cualidades organolépticas y el potencial de conservación de los productos fermentables (Giraud et al., 1994; Thomsen et al., 2007).
Debido a las características descritas previamente, la bacteria puede actuar como un cultivo iniciador para el control de fermentación y obtener productos de calidad uniforme. En el caso de ensilado, la cantidad de azúcar fermentable, a veces es demasiado pequeño como para garantizar la producción rápida de ácido láctico. Esto se puede superar mediante la adición de otras fuentes de hidratos de carbono fermentables, como la melaza, suero de leche ó almidón junto con la α-amilasa. Sin embargo, el uso de la cepa salvaje de L. plantarum A6 que fue aislada de la fermentación de la cassava muestra capacidad para romper el almidón soluble. Esta cepa de L. plantarum amilolítica sintetiza 60 U/mL de α-amilasa extracelular (una unidad enzimática se define como la cantidad de enzima que permite la hidrólisis de 10 mg de almidón en 30 minutos). Por lo tanto, tiene la capacidad de producir 41 g de ácido láctico de 45 g de almidón proveniente de la cassava después de tres días de fermentación (Giraud et al., 1994). La cepa Lactobacillus plantarum A6 tiene una tasa de crecimiento aproximadamente de 0,4 h-1 y una eficiencia de producción de ácido láctico aproximada de 0.7 g/L por hora (Thomsen et al., 2007).

2.1.5. Probióticos.
Los probióticos son aditivos alimentarios formados por microorganismos vivos que tienen efecto beneficioso en la salud del hospedero. Diferentes autores plantean que la capacidad de las bacterias probióticas para fermentar oligosacáridos es una característica especialmente importante para estos microorganismos (De las Cagigas & Blanco, 2002; Marti del Moral et al., 2003; Quera et al., 2005; García et al., 2007; OMGE, 2008).
Los probióticos logran una disminución a la intolerancia a la lactosa (uno de los efectos probióticos de las BAL mejor documentados) y otros potencialmente benéficos, por ejemplo, propiedades inmunomoduladoras, capacidad hipolipemiante, inhibición de patógenos intestinales, propiedad protectora de la mucosa gástrica (Figura 2), actividad antagónica contra rotavirus, prevención de reacciones alérgicas y disminución del riesgo de enterocolitis necrotizante neonatal (Marti del Moral et al., 2003; Taranto et al., 2005; Olveira-Fuster & González-Molero, 2007; Prats-Capote, A., 2007).





Figura 2. Mecanismo de actividad probiótica (Olveira-Fuster &

González-Molero, 2007).

Diversas cepas de probióticos que se utilizan en la elaboración de diferentes alimentos que actualmente se encuentran en el mercado se esquematizan en la Tabla 4.



Tabla 4. Cepas de probióticos en el mercado (Quera et al., 2005; Taranto et al., 2005; Olveira-Fuster & González-Molero, 2007; OMGE, 2008).

Cepa

Nombre de marca

Fabricante

Bifidobacterium animalis DN 173 010

Activia

Danone/Dannon

Bifidobacterium animalis subsp. lactis Bb-12

 

Chr. Hansen

Bifidobacterium breve Yakult

Bifiene

Yakult

Bifidobacterium infantis 35624

Align

Procter & Gamble

Bifidobacterium lactis HN019 (DR10)

HowaruTM Bifido

Danisco

Bifidobacterium longum BB536

 

Morinaga Milk Industry

Enterococcus LAB SF 68

Bioflorin

Cerbios-Pharma

Escherichia coli Nissle 1917

Mutaflor

Ardeypharm

Lactobacillus acidophilus LA-5

 

Chr. Hansen

Lactobacillus acidophilus NCFM

 

Danisco

Lactobacillus casei DN-114 001

Actimel, DanActive

Danone/Dannon

Lactobacillus casei CRL431

 

Chr. Hansen

Lactobacillus casei F19

Cultura

Arla Foods

Lactobacillus casei Shirota

Yakult

Yakult

Lactobacillus johnsonii La1 (Lj1)

LC1

Nestlé

Lactobacillus lactis L1A

Norrmejerier

 

Lactobacillus plantarum 299V

GoodBelly, ProViva

NextFoods Probi

Lactobacillus reuteri ATTC 55730

Retueri

BioGaia Biologics

Lactobacillus rhamnosus ATCC 53013 (LGG)

Vifit y otros

Valio

Lactobacillus rhamnosus LB21

Verum

Norrmejerier

Lactobacillus salivarius UCC118

 

 

Saccharomyces cerevisiae (boulardii) lio

DiarSafe, Ultralevure y otros

Wren Laboratories, Biocodex y otros

Analizando como mezcla: Lactobacillus acidophilus CL1285 y Lactobacillus casei Lbc80r

Bio K+

Bio K+ International

Analizando como mezcla: Lactobacillus rhamnosus GR-1 y Lactobacillus reuteri RC-14

FemDophilus

Chr. Hansen

Analizando como mezcla: VSL#3 (mezcla de 1 cepa de Streptococcus thermophilus, cuatro cepas de Lactobacillus spp y tres cepas de Bifidobacterium spp)

VSL#3

Sigma-Tau Pharmaceuticals, Inc.

Analizando como mezcla: Lactobacillus acidophilus CUL60 y Bifidobacterium bifidum CUL 20

A´Biotica y otros

Institut Rosell

Analizando como mezcla: Lactobacillus helveticus R0052 y Lactobacillus rhamnosus R0011

Analizando como mezcla: Bacillus clausii cepas O/C, NR, SIN y T

Enterogermina

Sanofi-Aventis


2.2. Productos esperados del proyecto.


  • Productos con mayor valor agregado que beneficien a la zona agrícola del Altiplano del Estado de Hidalgo.

  • Publicaciones de resultados en revistas de impacto.

  • Tesis de Doctorado en Ciencias Ambientales.


2.3. Contribución del proyecto.
Rutas alternas para el aprovechamiento de la paja de cebada por medio de fermentaciones generando ácido láctico que es, en sí mismo, un producto con amplia aplicación en la industria alimentaria y de bebidas y cuyas aplicaciones industriales se encuentran en pleno desarrollo en la industria de polímeros y solventes biodegradables.


2.4. Impacto económico, social y/o ambiental.
El incorporar un nuevo valor agregado a los residuos agrícolas que tienen una aplicación forrajera con un valor depreciable para el productor sería una alternativa para utilizar la paja de cebada, la cual es extremadamente rica en celulosa y hemicelulosa, polímeros hidrolizables que permitirían generar nuevos bioproductos.


2.5. Justificación del proyecto.
El proyecto tiene la finalidad de incorporar un nuevo valor agregado a los residuos agrícolas que tienen una aplicación forrajera con un valor depreciable para el productor. Las alternativas propuestas, la fermentación de los azúcares reductores provenientes de la hidrólisis enzimática de la celulosa con Lactobacillus amylovorus y Lactobacillus plantarum para obtener ácido láctico y probióticos de utilidad en la industria alimentaria, aumentar el valor agregado lo que eventualmente redundará en un mejor desarrollo para la zona agrícola del Altiplano de Hidalgo.

2.6. Metodología o estrategia de ejecución.
2.6.1. Muestreo.
El área de muestreo se ubica en el Municipio de Apan, Estado de Hidalgo, la cual se muestra en el recuadro negro de la Figura 3. El municipio de Apan, está situado a 92.6 km. de la capital de la República, sus coordenadas geográficas son; 19° 42' latitud norte, 98° 27' latitud oeste, a una altura de 2480 metros sobre el nivel del mar. Colinda al norte con los municipios de Tepeapulco y Cuautepec de Hinojosa; al este con el Estado de Puebla y el municipio de Almoloya; al sur con el municipio de Almoloya y el Estado de Tlaxcala, y al oeste con los municipios de Emiliano Zapata y Tepeapulco. Este municipio representa el 1.7% de la superficie del Estado, con una extensión territorial de 346.9 km.


Figura 3. Mapa de ubicación de la zona de muestreo.

El muestreo de materia vegetal se realiza tomando muestras en los cuatro extremos y en el centro de una zona de cultivo delimitada de 100 m2. Se recogen los residuos agrícolas y se conservan en bolsas de cierre hermético.



2.6.2. Preparación de las muestras.
La paja se fracciona manualmente y se coloca en la estufa para su secado por 72 horas a 60°C, posteriormente se tritura en licuadora y se tamiza durante 10 minutos, se selecciona y conserva en bolsas de cierre hermético todo el material vegetal de tamaño entre 1 y 2 mm.


2.6.3. Eliminación de lignina.
Se realiza un tratamiento a las muestras vegetales con una solución de ácido sulfúrico a 121°C por 15 min. La relación peso/volumen entre el material vegetal y solución ácida es del 10%. Posteriormente se realizan lavados con agua corriente para eliminar el exceso de ácido y se lleva a un pH de 5 con una solución de hidróxido de sodio 10 M. Se realizan nuevamente lavados con agua destilada y la fracción sólida se coloca en una solución amortiguadora de fosfato/citrato (Linde et al., 2007; Guo et al., 2009; Kootstra et al., 2009; Saha & Cotta, 2009).


2.6.4. Hidrólisis enzimática.
Se realiza con la muestra previamente deslignificada y en la solución amortiguadora de fosfato/citrato con una relación peso/volumen del 10%. Se utilizará la enzima celulasa Celluclast 1.5 L Novozym (Linde et al., 2007; Guo et al., 2009; Kootstra et al., 2009; Saha & Cotta, 2009).
Las muestras se tomarán cada hora y se determinaran azúcares reductores y azúcares totales. Para determinar azúcares reductores, se utiliza el método con ácido 3,5- dinitrosalicilico (DNS) el cual se basa en que, el grupo hemiacetalico del azúcar reductor, reacciona con el reactivo DNS de color amarillo y da un compuesto de color rojo, dicha unión se da en relación estequiométrica de 1:1, por lo que la concentración puede ser determinada directamente por espectrofotometría uv-vis a 550 nanómetros utilizando glucosa como estándar (Miller, 1959 en: Pernalete et al., 2008). Los azúcares totales se determinaran por el método Fenol-Sulfúrico por espectrofotometría uv-vis a 490 nanómetros (Dubois et al., 1956).

2.6.5. Fermentación de azúcares para la obtención de ácido láctico.


Para los ensayos se utilizarán las cepas de Lactobacillus plantarum y Lactobacillus amylovorus, pertenecientes al Instituto de Investigaciones Biomédicas de la Universidad Nacional Autónoma de México y al IRD-Francia.
En los ensayos de cultivo, las muestras se colectan cada cuatro horas y se determinará el contenido de biomasa seca, glucosa y lactato. La biomasa es expresada como peso seco en g/L y se obtiene de la curva de calibración entre la densidad óptica a 600 nm (DO600) y la biomasa en peso seco (Calderon-Santoyo et al., 2002). La glucosa y el lactato son analizados utilizando kits enzimáticos comerciales (Lesca).


2.7. Análisis Estadístico.
El total de los resultados obtenidos (las tres repeticiones para cada uno de los tratamientos) serán analizados por medio de un análisis de varianza ANOVA de una sola vía acoplado a la prueba de rango múltiple de “Duncan” empleando el software STATGRAPHICS plus versión 4.0.

2.8. Bibliografía.
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2.9. Programa de actividades.


Actividad

2010

2011

7

8

9

10

11

12

1

2

3

4

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7

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9

10

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12

Muestreo del material vegetal

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Preparación de muestras

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Caracterización por análisis proximales

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Hidrólisis enzimática y determinación de azúcares producidos

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Fermentación de azúcares reductores para la producción de ácido láctico

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Análisis de resultados y elaboración de artículo

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


2.10. Grupo de trabajo.
Responsable técnico del proyecto: Dra. Alma Delia Román Gutiérrez, Profesor-Investigador de Tiempo Completo, adscrita al Centro de Investigaciones Químicas, dependiente del Instituto de Ciencias Básicas e Ingeniería de la Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo.
Responsable administrativo del proyecto: Dr. Otilio A. Acevedo Sandoval, Coordinador de la División de Investigación y Posgrado de la Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo.
Colaboradora del proyecto: Dra. María Angélica Gutiérrez Nava, Profesor-Investigador de Tiempo Completo, adscrita al Centro de Investigaciones Químicas, dependiente del Instituto de Ciencias Básicas e Ingeniería de la Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo.
Colaboradora del proyecto: Dra. Romina María de la Paz Rodríguez Sanoja, Profesor Investigador de Tiempo Completo, adscrita al Instituto de Investigaciones Biomédicas, dependiente de la Universidad Nacional Autónoma de México.
Colaboradora del proyecto: Q. Faliana Castillo Olvera, Estudiante de Doctorado en Ciencias ambientales, adscrita al Centro de Investigaciones Químicas, dependiente del Instituto de Ciencias Básicas e Ingeniería de la Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo.
Colaboradora del proyecto: María Elena Castillo Olvera, Productora de cebada de la zona del Altiplano del Estado de Hidalgo.


2.11. Infraestructura para llevar a cabo el proyecto.
La infraestructura disponible para llevar a cabo el proyecto se compone del Centro de Investigaciones Químicas, dependiente del Instituto de Ciencias Básicas e Ingeniería de la Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo y del Instituto de Investigaciones Biomédicas, dependiente de la Universidad Nacional Autónoma de México. Así como también de las parcelas destinadas para la producción de cebada ubicadas en la zona del Altiplano del Estado de Hidalgo para el muestreo correspondiente.


2.12. Riesgos técnicos del proyecto.
Ninguno identificado hasta el momento.

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