En las plantas, la luz destinada a impulsar el proceso fotosintético es absorbida por dos tipos de pigmentos: clorofilas y carotenoides



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FOTOSÍNTESIS

INTRODUCCIÓN
En el guión de prácticas ya se habla de la fotosíntesis, por lo que iremos derechos a la explicación de la práctica y no de la teoría.

El comportamiento fotosintético se estudia mediante curvas de fotosíntesis-irradiancia (curvas P-I).


Curvas de Fotosíntesis-Irradiancia (P-I).
La relación no lineal existente entre la tasa de fotosíntesis y la irradiancia se representa en curvas P-I. Se utilizan para evaluar la respuesta ecofisiológica de los organismos ante la irradiancia y también para predecir las tasas de fotosíntesis in situ (Hill 1996). Metodológicamente las curvas realizan siguiendo tanto la evolución del oxígeno como la asimilación de carbono. En las curvas P-I diferencia tres zonas: una región de limitación lumínica, otra de saturación y una tercera de fotoinhibición (Falkowski & Raven 2007). En la zona de limitación lumínica, la fotosíntesis aumenta linealmente con la irradiancia a una tasa que es igual al parámetro α o eficiencia fotosintética, donde la absorción lumínica determina la tasa de transporte de electrones desde el H2O al CO2. Idealmente no lleva unidades de tiempo dado que no es una tasa, sino que está relacionada con el máximo rendimiento lumínico de la fotosíntesis a través del proceso de absorción, y depende entonces de la composición espectral de la irradiancia (Falkowski & Raven 2007). En la zona de saturación lumínica, con mayores incrementos en la intensidad lumínica, la tasa fotosintética comienza a tener una respuesta no lineal y aproximarse a un nivel de saturación llamado Pmáx, número de asimilación ó tasa fotosintética máxima. En esta región la tasa de absorción de fotones excede la tasa de transporte electrónico desde el H2O al CO2. La intersección entre Pmáx y α define un punto en el eje de las irradiancias llamado irradiancia correspondiente al inicio de la saturación fotosintética (Ik). Puede calcularse como Ik = Pmáx / α (Talling 1957), de modo que depende de la longitud de onda de la radiación absorbida y es independiente de las unidades en que se expresen Pmáx y α, siempre y cuando ambos parámetros estén normalizados por la misma variable (ej. clorofila a) (Falkowski & Raven op. cit.). El parámetro Ik informa sobre el estado de fotoaclimatación de la comunidad, ya que bajos valores de Ik indican un uso ineficiente de altas irradiancias y viceversa (Henley 1993). Mayores aumentos en los niveles de irradiancia pueden llevar a una reducción en la tasa fotosintética. Esta reducción, que depende tanto de la intensidad de la irradiancia y del tiempo de la exposición, se llama fotoinhibición (lo comento aunque no aparezca en la gráfica del 1º experimento) y se suele representar mediante el parámetro β, que caracteriza la fotoinhibición por altas irradiancias y cuyas unidades son las mismas que las correspondientes al parámetro α (Falkowski & Raven 2007).
Rendimiento fotosintético: Es una recta o pendiente que muestra la eficiencia fotosintética (α) que se iguala con la recta de la fotosíntesis máxima. La unión de estas dos rectas crea el punto de saturación, que es cuando llega al máximo nivel.

Punto de saturación: Es una constante específica y característica que indica el nivel de energía de luz al que comienza a saturarse el fotosistema, es decir, el valor de la fotosíntesis es máxima. Por encima del punto de saturación se suele decir que la fotosíntesis está limitada por el CO2 reflejando la incapacidad de los enzimas del ciclo de Calvin para mantener un alto nivel de actividad en relación con la energía absorbida.

Punto de compensación: Es la producción de O2 que equivale al consumo. No hay una asimilación neta, lo que significa que las pérdidas por respiración y la fijación fotosintética se igualan. A partir del punto de compensación de luz, la tasa fotosintética se incrementa de forma proporcional al incremento de la radiación. A intensidades de luz muy elevadas, la tasa fotosintética se reduce y tiende a alcanzar su máximo valor que se corresponde con una situación de saturación de luz.

Punto de inflexión: Es el punto donde nos indica que los valores de “x” pasan de un tipo de concavidad a otra.

Fotosíntesis máxima: Es el nivel de saturación de los pigmentos fotosintéticos. El índice de saturación de la luz, donde la fotosíntesis neta es máxima cuando la diferencia entre los dos procesos es máxima y, por tanto, se ve muy afectada por las variaciones de temperatura.

RESULTADOS

Temperatura 20ºC  Oxígeno 0,276µ moles m-1. Se multiplica el oxígeno por 4ml para calibrarlo  1,104µ moles de O2


Los 0,2mm s-1 se pasan a cm.
y = y (cm) * 1,104µ moles de O2 / 12,9cm (distancia de concentración máxima de O2) = ∆O2
x = x (cm) * 1seg / 0,02cm s-1 (velocidad de toma de datos) = ∆t
Tasa de fotosíntesis = ∆O2 / ∆t (Los 1º valores son negativos porque está en bajada.)



Fotosíntesis

Y (cm)

X (cm)

y ó ∆O2

x ó ∆t


Tasa de fotosíntesis

( μ moles de O2 s-1 )


0

1,7

3,6

0,1454

180

-0,0080

6

0,5

1,3

0,0427

65

-0,0065

12

0,4

1,2

0,0342

60

-0,0057

18

0,4

1,5

0,0342

75

-0,0045

36

0,3

1,5

0,0256

75

-0,0034

48

0,2

1,2

0,0171

60

-0,0028

60

0

1

0

50

0

80

0,1

1

0,0085

50

0,0017

100

0,4

2

0,0342

100

0,0034

120

0,5

1,5

0,0427

75

0,0056

140

0,8

1,8

0,0684

90

0,0076

180

1,1

2

0,0941

100

0,0094

200

1,4

2

0,1198

100

0,0119

240

1,4

1,7

0,1198

85

0,0140

300

1,6

1,9

0,1369

95

0,0144


Tabla 1. Se observan los cálculos para obtener la tasa de la fotosíntesis.


Fig. 1. Curva fotosíntesis vs irradiancia (P-I).Velocidad de la fotosíntesis ( μ moles de O2 s-1 ) con respecto a la irradiación ( μ moles de fotones m-2 s-1 ). La luz estimula una mayor fotosíntesis.



  • 2º Experimento. Efecto de la fuente de nitrógeno en la tasa de fotosíntesis por ml de alga.

Temperatura 20ºC  Oxígeno 0,276µ mol m-1. Se multiplica el oxígeno por 4ml para calibrarlo  1,104µ moles de O2


Los 0,2mms-1 se pasan a cm.
y = y(cm) * 1,104µ moles de O2 / 14cm = ∆O2
x = x(cm) * 1seg / 0,02cm s-1 = ∆t
Tasa de fotosíntesis = ∆O2 / ∆t
Normalizar la muestra de clorofila “a”. Tasa de oxígeno liberado por mg de clorofila. Es la tasa normalizada dividida con los mg de la clorofila. Agarraremos los datos que se utilizaron en el 1º informe de la asignatura:
Clorofila a = 12,7 * 0,852 – 2,69 * 0,346 = 9,88966 µ g/ml-1

Total = 9,88966 * 10 ml = 98,8966 µ g

Pasando a mg l-1 (10-3) = 0,0988966 = 0,1 mg l-1

0,1 / 2,29 (Peso fresco) = 0,04318 mg g-1

Se cambia el peso fresco (2,29) por el nuestro (por ejemplo, 80)





Fuente de nitrógeno

Y (cm)

X (cm)

y ó ∆O2

x ó ∆t

Tasa de la fotosíntesis

( μ moles de O2 s-1 )

Peso fresco

(mg)

Clorofila “a”

(mg g-1)

Tasa del O2 liberado

NH4Cl

2,8

3,1

0,2208

155

0,0014

80

0,00125

1,12

ClNH4

1

1,7

0,0788

85

0,0009

76

0,00131

0,68

NaNO3

1

3,5

0,0788

175

0,0004

55

0,00181

0,22

NH4NO3

1,3

1,5

0,1025

75

0,0013

55

0,00181

0,47

NaNO3

1,1

2,5

0,0867

125

0,0006

60

0,00166

0,36


Tabla 2. Se contempla los cálculos utilizados para obtener la tasa del oxígeno liberado en las fuentes de nitrógeno que nos dan.


Fig. 2. Gráfica de la tasa de oxígeno liberado con respecto a las fuentes de nitrógeno.

DISCUSIÓN


  • 1º Experimento

Los valores de oxígeno del inicio son negativos porque la respiración está en la oscuridad, los vegetales consumen más oxígeno del que crean. Después llegan a un punto de compensación (0) porque la fotosíntesis supera el consumo de oxígeno. Cuánto más aumente la intensidad de luz, mayores valores obtendremos.

A bajos niveles de intensidad de luz, la velocidad de la fotosíntesis aumenta con la irradiación; pero cuando el nivel de energía incidente supera el valor crítico (punto de saturación), la actividad fotosintética decae e induce cambios bajos en la velocidad de fotosíntesis.


  • 2º Experimento.

El Nitrógeno en el mar se encuentra en forma de amonio-Nitrógeno, nitrato-Nitrógeno y nitrito-Nitrógeno. Los niveles de amonio-Nitrógeno son generalmente más altos en aguas superficiales.

Varios estudios sobre el efecto del Nitrógeno sobre algas han detectado las cantidades y tipos de compuestos nitrogenados posibles en generar un crecimiento óptimo en distintas algas marinas. (H4N)SO4 y NaNO3 pueden ser usados como fuentes de Nitrógeno solos o combinados. Las sales y éteres de amonio, nitratos, nitritos, carbamidas y varios aminoácidos son capaces de mantener el crecimiento de algas. Esto se puede observar en la Fig. 2.

Uno de los nutrientes más importantes en el crecimiento de un alga, es el nitrógeno. Algunos investigadores creen que la mejor fuente de nitrógeno para el crecimiento es el NO3Na y que fuentes de nitrógeno como las sales de amonio (acetato de amonio, nitrato de amonio, sulfato de amonio y cloruro de amonio) son fuentes menos efectivas. Esas sales de amonio a bajas concentraciones en medios con buffer, estimulan el crecimiento comparado con los nitratos. Así, la reducción de nitrato requiere energía y si la energía suplementada es limitada, el mayor crecimiento ocurrirá con el amonio. También existen fuentes de nitrógeno orgánicas tales como la urea, pero generalmente son menos eficientes que las fuentes de nitrógeno inorgánicas (Barbarena et al., 1990; Ben-Amotz et al., 1982).

Hay muchas relaciones entre el crecimiento de algas y las cantidades de Nitrógeno.
Efecto de diferentes fuentes de nitrógeno sobre el contenido de clorofila
La concentración de clorofila “a” es un dato que nos permite cuantificar el crecimiento de un organismo fotoautótrofo. Existe una considerable evidencia que sustenta el hecho de que la cantidad de clorofila se correlaciona positivamente con la densidad o biomasa celular.

Basándonos en nuestro experimento, podemos observar que las fuentes de nitrógeno promueven una acumulación de clorofila (indicador directo de crecimiento).


BIBLIOGRAFÍA
- Gadow, K.v., Sánchez Orois, S., Álvarez González, J.G. 2007. Estructura y crecimiento del bosque. 287 p.

- INCI v.28 n.8 Caracas ago. 2003.

- Reduca (Biología). Serie Fisiología Vegetal. 2 (3): 1-47, 2009.

- Rodríguez, Patricia L. 2008. Estructura y producción primaria del fitoplancton y perifiton en un humedal del bajo Paraná. Biblioteca digital de la facultad de Ciencias Exactas y Naturales – Universidad de Buenos Aires. Tesis.

- Santelices, B. 1977. Ecología de algas marinas bentónicas –efecto de factores ambientales-. 488 p.

- Ecol. apl. v.5 n.1-2 Lima dic. 2006





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